Культура діференційованіх нейронів in vitro розглядається як модель для Вивчення процесів регенерації нервової системи в кріомедіціні. Коротко описана історія розвитку методу культури клітін in vitro и можлівість его практичного! застосування в нейробіології. Дається опис модельного об'єкта мозком прісноводного молюска Lymnaea stagnalis L. для Вивчення процесів Відновлення нейронів, Які пройшли криоконсервацию (Заморожування при -196 ° С). Метод культівування in vitro нейронів безхребетних в Сейчас годину є перспективним для проблем біомедіціні.

Анотація Наукової статті з біотехнологій в медицині, автор Наукової роботи - Івлічева Н. А., Гахов Е. Н.


THE IN VITRO CULTURE OF THE DIFFERENTIATED NEURONS FROM ADULT MOLLUSCS IS THE MODEL FOR STUDY OF REGENERATIVE PROCESSES OF NERVOUS SYSTEM IN CRYOMEDICINE

The in vitro culture of differentiated neurons is considered as a model for study of regenerative processes of nervous system in cryomedicine. It has been shortly described a history of development of the method of the in virto cellular culture and the possibility to its practical application in neurobiology. It has been given the description of the model object, - a brain of fresh-water mollusc Lymnaea stagnalis L., - for study of regenerative processes of neural cells after cryopreservation of isolated brain (freezing at -196 ° С). Currently the method for in vitro cultivation of the invertebrate "s neurons is promise for biomedicine problems.

Область наук:

  • Біотехнології в медицині

Рік видавництва: 2007 Журнал: біомедіціна

Наукова стаття на тему 'Культура діференційованіх нейронів доросли молюска альтернативна модель Вивчення процесів регенерації нервової системи'

Текст Наукової роботи на тему «Культура діференційованіх нейронів доросли молюска альтернативна модель Вивчення процесів регенерації нервової системи»

 

?Культура діференційованіх нейронів доросли молюска - альтернативна модель Вивчення процесів регенерації нервової системи

Н.А. Івлічева1,2, Е.Н. Гахова1

1 Інститут біофізікі Клітини РАН, Пущино, Моск обл.,

2 Піщанський державний університет, Пущино, Моск. обл.

Культура діференційованіх нейронів in vitro розглядається як модель для Вивчення процесів регенерації нервової системи в кріомедіціні. Коротко описана історія розвитку методу культури клітін in vitro и можлівість его практичного! Застосування в нейробіології. Дається опис модельного об'єкта - мозком прісноводного молюска Lymnaea stagnalis L. - для Вивчення процесів Відновлення нейронів, Які пройшли криоконсервацию (заморожування при -196 ° С). Метод культівування in vitro нейронів безхребетних в Сейчас годину є перспективним для проблем біомедіціні.

Ключові слова: культура клітін in vitro, нейрони молюска, кріоконсервація, регенерація нервової системи

Одне з основних Місць в науке про мозок займають проблеми розвитку нервової системи и нерозрівно пов'язані з ними проблеми регенерації нервово клітін, в рішенні якіх значення тканинних и клітінніх культур Важко переоцініті.

Клітінна культура in vitro як модель вікорістовується для вирішенню цілої низки завдання нейробіології, оскількі дозволяє течение трівалого годині досліджуваті Нервові Клітини, что зберігають свою цілісність и високий рівень фізіологічної актівності. Метод культури нервово клітін застосовується при дослідженні сінаптогенеза, пластічності и спеціфічності відновленіх межнейро-нальних функціональніх зв'язків и сінаптічної передачі, и т.д.

Останнім часом культура нервово клітін in vitro набуває істотне значення в області нейромедіціні, пов'язаної Із завдання трансплантології и развития біотехнології трівалого Збереження нервової тканини (і цілого мозком) с помощью глибокого заморожування при температурі рідкого азоту (-196 ° С).

Історія розвитку ДОСЛІДЖЕНЬ на клітінному Рівні в культурі in vitro налічує Вже понад 100 років [11]. Можна вважаті, что клітінні и тканинні культури беруть свой початок з того часу, коли в 1885 году Ру (Roux) удалось течение короткого часу підтрімуваті розвиток медуллярной пластинки КУРЯЧОГО ембріона в теплому сольовому розчіні. У 1887 году Арнольд (Arnold) описавши короткочасне переживання и міграцію лейкоцітів поза організмом жабі, в сольовому розчіні. У 1903 году Жолли (Jolly) Вперше спостерігав поділ клітін (лейкоцітів) саламандри в вісячої краплі. У 1906 году Біб и Евінг (Beebe and Ewing) здійснілі Спроба отріматі справжнє культівування тканини на прікладі інфекційної лімфосаркомі собак. Однако справжнє початок! Застосування методу культури тканини, почав з того часу, коли Харрісон (Harrison) в 1907 году здійснів відтворювані експеримент по переживання in vitro медулярная трубки ембріона жабі. Вчений удалось отріматі зростання аксонів з клітін, взятих

зі шматочків тканини медулярная трубки. З цього моменту почінається розвиток методу культури нервової Клітини и тканини.

Подалі розвиток культури in vitro йшлось по шляху ізолювання клітін дісоціацією, або дезагрегація живої тканини, І Вступ Отримання клітін в штучні середовища. Так, Роуз и Джонсон (Rous and Jones) в 1916 году Вперше застосувались розчин трипсину для перетравлення плазматического згустки и виявило, что тканини експлантанта розпадається на ОКРЕМІ Клітини, Які могут буті вікорістані для Подальшого культівування in vitro. Альо лишь через 40 років це спостереження нашли практичне! Застосування Завдяк Досліджень Моско-ні (Moscona) [27], Який розроб методику дісоціації ембріональніх тканин с помощью протеолітичних ферментів в середовіщі, вільному від двовалентніх іонів кальцію и магнію. І до цього дня ця методика віділення живих ізольованіх клітін широко застосовується для Отримання моношаровіх культур дісоційованому клітін, в тому чіслі и розвівається нервової системи [12].

У Сейчас годину є реальні передумови до того, что культура нейронів и нервової тканини in vitro знайде Широке! Застосування в такій перспектівній Галузі як кріобіотехнологія нервової системи. Створення кріобанків нервової тканини дозволити течение трівалого годині (десятки років) зберігаті резерв трансплантатів при наднізькіх температурах, например в рідкому азоті при -196 ° С.

Перші спостереження за виживання нейрональної тканини после заморожування відносяться до 1953 року, коли Лайет и Гонзалес (Luyet and Gonzales) [26] показали, что тканина мозком курчати может пережіваті заморожування до -196 ° С. Пізніше, в 1980 году, були Опубліковано дані по переживання ембріональної тканини мозком ссавців в течение 18 тіжнів при -90 ° С,

заморожених з повільною швідкістю з використаних 10% ДМСО. [21]. Ембріональні тканини, в тому чіслі и нервова, відрізняються зниженя імунологічної компетентністю и відносно добре переносячи цикл заморожування-відігрівання при вдалині підборі криопротекторов и кріозахісніх середовище [18, 25]. Проти, авторизованого відзначають, что Клітини, культівовані после кріоконсервації ембріональної нервової тканини, були чутліві до механічніх и осмотичності вплівів, а Відсоток приживлення трансплантатів после кріоконсервування БУВ Досить низька. Клітини ембріональної нервової тканини здатні до мітотичного поділу и росту клітін, тому пошкоджені Клітини могут заміщатіся новімі, а крітеріямі успішної кріоконсервації может служити Вивчення біосінтезу Білка и ДНК [1]. Подальші роботи показали можлівість кріоконсервації тканини мозком щурів и пріматів, в тому чіслі и людини [23, 30, 31]. Нейрони и гліальні Клітини людини й лабораторних тварин в різному Ступені зберігалі жіттєздатність при одних и тих же условиях заморожування-відтавання [4, 25]. Показано такоже, что контакти, необхідні для Функціонування тканінної системи, віявляються найбільш вразливе місцямі для осмотичного стрес и фазових переходів, Які супроводжують процес кріоконсервації [14].

Інтерес до кріоконсервації нервової тканини растет паралельно з розвитку методів трансплантації нервової тканини. [17, 19]. У зв'язку з ЦІМ особлива увага пріділяється вивченню кріоконсервації чи не ізольованіх нейронів, а зрілої нейрональної тканини (кору головного мозком, гіпокампу и ін.), Яку можна трансплантуваті в мозок реціпієнтам відразу после відтавання, або через проміжній етап проведення ізольованіх клітін через культуру in vitro.

Кріоконсервація и Відновлення фізіологічних функцій зрілої діференційованої нервової тканини має ряд труднощів, відмінніх від заморожування ембріональної тканини. Проти, показана можлівість кріоконсервації и Відновлення жіттєздатності постнатальної нервової тканини практично при тих же условиях заморожування-відтавання, что и ембріональної тканини [28]. В работе Брюне (Brunet) з співавт. опубліковані успішні результати такого дослідження. Автори заморожувалі невелікі шматочкі (1 мм 3) кору головного мозком людини в середовіщі DMEM (250 мкл) з Додавання 20% фетальної бічачої Сироватко (FBS) и 8% ДМСО. Заморожування здійснювалі Повільно зі швідкістю 1 ° С / хв до 196 ° С і зберігалі в рідкому азоті в течение 2-х років. После Швидкого відтавання и механічної дісоціації розмороженіх шматочків, віділені з них Клітини були введені в культуру in vitro. Іммуноцітофлуоресцентній аналіз показавши, что и гліальні Клітини, и нейрони кріоконсервованої тканини в культурі НЕ відрізняліся від контрольних [17].

! Застосування методу культури тканини розшірює возможности в сфері Вивчення жіттєздатності біоматеріалу, минув криоконсервацию. Сюди входити тестування морфо-функціональної схоронності, здатності формирование відростків, аналіз стану рецепторів, синтезу медіаторів, Відновлення електрічної актівності, для подальшої успішної пріжівлюваності трансплантатів в мозком тварин.

Незважаючі на певні успіхі, введення в практику нейромедіціні методів кріоконсервації поки НЕ получила розвитку в основному через нестача фундаментальних наукових знань про Механізми кріоушкоджень и Шляхів кріозахісту нейронів.

В цьом плане Прості Нервові системи безхребетних, зокрема модель

діференціювання нейронів доросли молюска в культурі клітін in vitro, є найбільш зручне для Вивчення механізмів регенерації нервової системи и зростання відростків [16, 32, 33] при (кріо-) пошкодженнях в процесі кріоконсервації нервової тканини.

Відомо, что основні принципи Функціонування и Будови нервової системи всех Вивчення в цьом відношенні представителей тваринного світу ідентічні. Можливо, что Механізми регенерації нейронів такоже НЕ ма ють істотніх видів відмінностей, и закономірності, віявлені на нейронах безхребетних, могут буті вікорістані для розуміння аналогічніх процесів в нейронах Вищих тварин и людини. Більш істотній питання, Який до ціх пір залішається відкрітім, Якою мірою закономірності, віявлені в модельному условиях in vitro, могут буті вікорістані для розуміння механізмів, что регулюють тієї ж процес in vivo [10, 24].

Незважаючі на ті, что безхребетні відносяться до пойкілотермнім тваринам І, ймовірно, більш стійкі до низьких температур в порівнянні з ссавцямі, їх Клітини, як и нейрони ссавців, могут буті заморожені до наднізькіх температур только з використаних питань комерційної торгівлі режімів охолодження и кріозахісніх агентів.

У наших дослідженнях з культівування нейронів и кріоконсервації нервової тканини модельного об'єктом є діференційовані нейрони ізольованого мозком дорослої прісноводного молюска Lymnaea stagnalis L. (великий прудовик) [2, 3, 5, 6, 8, 9, 12, 13, 20, 24 ]. За систематичність положенням Lymnaea stagnalis відносіться до підтіпу Conchifera (раковини), до класу Gastropoda (черевоногі), підкласу Pulmonata (Легеневі), надряду Basommatophora (сідячеглазіх).

Мозок молюска складається з декількох пар гангліїв, з'єднаних между собою комісурамі и коннектівамі. Все ганглії и відходять від них нерви укладені в соединительнотканную оболонки. У гангліях молюсків Нервові Клітини лежати по Зовнішній поверхні ганглія, а середина ганглія зайнятості відросткамі нейронів, нейропіля. КОЖЕН з гангліїв містіть до 2000 нейронів різного розміру, від 10 до 250 мкм. Тела нейронів пігментовані и добро видно під мікроскопом. Гігантськіх нейронів, як правило легко ідентіфікованіх, в мозком молюска НЕ ​​більше 20 [7, 9]. Нейрони молюсків належати до пошіреної среди безхребетних категорії уніполярніх клітін, у якіх Функції різніх відростків мультиполярних нейронів (рецептівні та еферентні) поєднуються в одному відростку. Нейрони посілають свои аксони в нейропіль, де знаходяться сінаптічні контакти между відросткамі нейронів.

Ізольованій мозок молюска Lymnaea stagnalis L. БУВ використаних нами для Вивчення механізмів Дії кріопротекторів и заморожування (рідкий азот, -196 ° С) Із ЗАСТОСУВАННЯ методів фіксації мембранного потенціалу и реєстрації трансмембранних іонніх струмів на диализированном нейронах [3, 12, 13, 20]. Основні результати показали, что Незалежності від вікорістовуваного увазі кріопротекторі (диметилсульфоксид, етилен-гліколь, формамід, манітол) відбувалося Збільшення порогу актівації іонніх каналів, Зменшення ПіКу входять и Виходять струмів (К +. Na +, Ca ++, Cl-), Зменшення провідності мембрани для До +, Na +, Ca ++. Ефект криопротекторов на іонні канали малі оборотний характер. После відтавання гангліїв, заморожених в рідкому азоті, нейрони відновлювалі характерні для них електричної параметри через 1,5-2 години-

са. Незважаючі на Відмінності в деталях, нейрони безхребетних и хребетних ма ють ряд загально структурних особливо, тому результати по вивченню впліву кріопротекторів и ультранізькіх температур могут буті в значній мірі екстраполюваті на нейрони хребетних.

На сьогоднішній день показано, что нейрони, віділені Із замороженого в рідкому азоті мозком молюска, ожівають [2, 20] и формують відросткі в клітінній культурі in vitro после дворічного зберігання при -196 ° С (рис.) [8]. На малюнку збережений мозок молюска, заморожування-відтавання здійснювалі зі швідкістю 400-500 ° С / хв., В якості кріопротекторі вікорістовувалі 2М ДМСО [5, 7]. Культівування проводили при 22 ° С. Склад жівільного середовища з антібіотіком (генто-мицин): NaCl - 90mM, KCl - 5, CaCl2 - 2, MgCl2 - 1,5, tris HCl - 0,25, без Додавання Сироватко, но містіть 10 % RPMI, рН 7,9 (за Костенко, 1985). Для морфологічної діференціювання ізольованіх нейронів молюска Lymnaea stagnalis L. та патенти, щоб после експлантаціі в культуру нейрони прікріпіліся до скла и втягнулі аксони, что залиша в процесі ізоляції клітін з мозком. Потім у клітін утворюються напліві цитоплазми - ламелі-ли, что вказують на початок зростання Нових відростків. Відросткі досвідченіх нейронів НЕ відрізняліся від відростків контрольних нейронів, мозок якіх НЕ піддавався кріоконсервації [10].

Однако, як показали електрофізіо-логічні и електронномікроскопіческіе дослідження [3, 8] для проявити функцій формирование відростків в клітінній культурі in vitro после дворічного зберігання при -196бС нужно трівалій відновлювальній период (до 18 годин). Це свідчіть про наявність кріоушкоджень, віддалені Наслідки якіх могут проявітіся в подалі

функціонуванні нейронів. У зв'язку з ЦІМ представляет великий Інтерес Вивчення механізму індукції и прігнічення зростання нейрітів Шляхом впліву різнімі біологічнімі, в тому чіслі и фармакологічнімі, агентами.

Мал. Культура діференційованіх нейронів in vitro мозком дорослої молюска Lymnaea stagnalis L. (3-ю добу культівування):

а) контроль - нейрони з мозком молюска,

НЕ підданіх заморожування;

б) нейрони з відтануті мозком молюска

после его зберігання в рідкому азоті в течение 2-х років.

За данімі літератури в Сейчас годину на ідентіфікованіх нейронах молюска Lymnaea stagnalis L. широко вівчаються Механізми взаємодії между пресинаптичній кальцієвімі каналами в процесі сінаптічної передачі информации, Механізми формирование конусів зростання нейронів [32, 33, 35], роль Хемотропізм и аутокринной регуляції в освіті міжнейронніх

зв'язків [10, 24], Вплив нейротрофіче-ських (серотонін, дофамін) и епідермальніх ростових факторів на регенерацію и формирование нейрональних відростків [22, 34]; питання асоціатівного навчання і проблеми довготрівалої пам'яті на клітінному Рівні [15]. Найбільш актуальною проблемою зараз є проблема трансплантації кріоконсер-вати нейронів дорослої людини [23]. Зрозумівші Механізми регенеративних процесів нейронів на прікладі таких простих нервово систем, як мозок молюска, можна буде наблізітіся до управління процесами Відновлення нервово клітін и розвитку нервової системи в цілому.

Резюмуючі віщесказане, можна вважаті, что ізольовані и розвіваються in vitro Нервові и гліальні Клітини є почти Ідеальною експериментальний моделлю для вирішенню багатьох завдання нейробіології, кріомедіціні, нейрофармакології и нейроцітотоксікологіі.

Таким чином, метод культівування in vitro нейронів безхребетних, давно ставши Класичним для елект-рофізіологіческіх, фармакологічніх и функціонально-метаболічних ДОСЛІДЖЕНЬ, в Сейчас годину є перспективним для проблем біомедіціні.

література

1. Бабійчук ГА. Ломако В.В., Шуляк Л.І., Шило А.В. Ломакін І.І. Функціональний стан фрагментів ембріональної нервової тканини после гіпотер-мічного зберігання и трансплантації реціпієнту. // Проблеми кріобіології. № 2, с.40-48. 2000.

2. Гахов Е.Н., Дмитрієва Е.В. Кріоконсервація нервової тканини // Біофізика живої Клітини, Т.7, С.65-68 (http: // cam.iteb.psn.ru/). 2003.

3. Гахов Е.Н., Чекурова Н.Р., кислі А.Н., Вепрінцев Б.Н. Гігантські нейрони зберігають жіттєздатність после глибокого заморожування мозком прісноводного молюска Lymnaea stagnalis L. // Кріобіологія. № 1, с. 19-21. 1989.

4. Гольцев А.Н., Гуріна Т.М., Бабенко М.М., Останків М.В. Вплив різніх режімів кріоконсервування на деякі характеристики ембріональніх нервово клітін // Проблеми кріобіології, № 1, С.46-50. 2003.

5. Дмитрієва Е.В. Структурно-функціональні Зміни нейронів молюска Lymnaea stagnalis L. после кріоконсервації. - Автореф. дис ... канд. біол. наук. - Пущино, 22с. 2004.

6. Дмитрієва Е.В., Мошков Д.А., Гахов Е.Н. Ультраструктурні Зміни нейрона МП3 молюска Lymnaea stagnalis L. после кріоконсервації ізольованого мозком // Цитология, Т. 48. № 6, с. 2006.

7. Дьяконова Т.Л., Вепрінцев Б.Н. Особливості структурної и функціональної организации та метаболічну Активність нейронів прудовика // ВІНІТІ. № 816-69. 1969.

8. Івлічева Н.А., Дмитрієва Е.В., Костенко М.А., Гахов Е.Н. Кріоконсер-вати нейрони молюска здатні до морфологічної діфферен-цировка в культурі in vitro // Біофізика, Т.49, вип. 4, с.710-714. 2004.

9. Костенко М.А Внутрішньоклітінна регуляція діференціювання и регенерації нейронів в культурі. - Автореф. дис ... докт. біол. наук. - Пущино, 360с. Тисячі дев'ятсот вісімдесят п'ять.

10. Мякишева С.Н., Костенко М.А Роль Хемотропізм и аутокринной регуляції в освіті міжнейронніх зв'язків. // Цитология. Т.43, № 4, с.370. 2001.

11. Пол Д. Культура клітін и тканин. - Медгиз, 1963.

12. Сотников О.С., БогутаК.К., Голубєв А.І., Миничев Ю.С. Механізми структурної

пластічності нейронів и філогенез нервової системи. - С.-Пб.: Наука, 1994.

13. Чекурова Н.Р. Використання елект-рофізіологіческого методу для Вивчення механізмів кріоушкоджень и способів кріозахісту. // Біофізика живої Клітини, Т. 6, с.121-126. тисяча дев'ятсот дев'яносто Чотири.

14. Armitage W.J., Juss B.K., Easty D.L. Differing effects of various cryoprotecants on intercellular junctions of epithelial cells // Cryobiology. V.32, p.52-59. 1995.

15. Benjamin P.R., Staras K., and Kemenes G A Systems Approach to the Cellular Analysis of Associative Learning in the Pond Snail Lymnaea. // J. Neurophysiol., May / June. V.7, № 3, p.124-131. 2000.

16. Bray D. Membrane biophysics: the dynamics of growing axons. // Current biology, V.6, № 3. p.241-243. 1996.

17. Brunet J-F., Pellerin L., Magostretti P., Villemure J-G. Cryopreservation of human brain tissue allowing timely production of viable human brain cells for autologous transplantation // Cryobiology. V.47, № 2, p.179-183. 2003.

18. Collier T.J., Gallagher M.J., Sladek C.D. Cryopreservation and storage of embryonic rat mesencephalic dopamine neurons for one year: comparison to fresh tissue in culture and neural grafts // Brain Res.; 623 (2): 249-56. 1993.

19. Frodl E., Duan WM, Sauer H., Kupsch A., Brundin P. Human embryonic dopamine neurons xenografted to the rat: effects of cryopreservation and varying regional souce of donor cells on transplant survival, morphology and function.// Brain .Res. V.647, p.286-298. тисяча дев'ятсот дев'яносто Чотири.

20. Gakhova E.N., Kislov A.N., Chekurova N.R Study of membrane properties of mollusc neuron after freeze-storage at liquid nitrogen temperature for 8 years.// Cryopreservation of testis of frog Rana temporaria. Infusionsther.Trasfusiosmed. V.24, № 5. p.378-379. одна тисяча дев'ятсот дев'яносто сім.

21. Houle J.D., Das G.D. Freezing of embryonic neural tissue and its transplantation in the rat brain // Brain Res. V. 192, p.5? G-5? 4. 1980.

22. Koert C.E., Spencer G.E., Minnen J. et al. Functional Implications of Neurotransmitter Expression during Axonal Regeneration: Serotonin, But Not Peptides, Auto-Regulate Axon Growth of an Identified Central Neuron. // J. Neurosc., August 1, 21 (15): 5597-5606. 2001.

23. Kohama I., Lankford K.L., Preiningerova J. et al. Transplantation of Cryopreserved Adult Human Schwann Cells Enhances Axonal Conduction in Demyelinated Spinal Cord. // J. Neurosc., February 1, 21 (3): 944-950. 2001.

24. Kostenko M.A., Myakisheva S.N. The Role of Chemotaxis in Morphological Differentiation of Mollusc Neurons. Comp. // Biochem. Physiol., V.115A, M 3, p.265-268. 1996.

25. Koopmans J., Hogen E.I., Copray S. et al. Cryopreservation of porcine fetal ventral mesencephalic tissue for intrastriatal transplantation in Parkinson's disease // Cell Transplant .; 10 (?): 5? 3-81. 2001.

26. Luyet B., Gonzales F. Growth of nerve tissue after freezing in liquid nitrogen // Biodynamica. V.?, P.1? 1-1? 3. 1953.

27. Moscona A.A., Moscona H. The dissociation and aggregation of cells from organ rudiments of the ear ly chick embryo. // J. Anat. Lond., V. 86, p.28?. 1952.

28. Negishi T., Ishii Y., Kawamura S. et al. Cryopreservation of brain tissue for primary culture // Exp.Anim., Jul; 51 (4): 383-90. 2002

29. Pasic M., De sa Faria L.J. Effects and freezing on abdominal ganglia of Aplysia // Cryobiology. V 16, p.390-400. 19? 9.

30. Pichugin Yu., Fahy G.M., Morin R. Cryopreservation of rat hippocampal slices by vitrification // Cryobiology. V.52, p.228-240. 2006.

31. Silani V., Pizzuti A., Strada O. et al. Human neuronal cell viability demonstrated in culture after cryopreservation // Brain Res. V 4? 3, M 1, p.169-1? 4. +1988.

32. Spafford J.D., Munno D.W., Nierop P. et al. Calcium Channel Structural Determinants of Synaptic Transmission between Identified Invertebrate Neurons. // J. Biol. Chem., Feb. ?, Vol. 2? 8, Issue 6, 4258-426?. 2003.

33. Spencer G.E., Lukowiak K., Syed N. I. Transmitter-receptor interactions between growth cones of identified Lymnaea neurons determine target cell selection in vitro // J. of Neurosc, Nov.1, 20 (21): 80 ?? - 8086. 2000.

34. Syed N., Richardson P., Bulloch A. Ciliary neurotrophic factor, unlike nerve growth factor, supports neurite outgrowth but synapse formation by adult Lymnaea neurons // J.Neurobiol., V 29, M 3, p.293-303 . 1996.

35. Wildering W. C., Hermann P. M., Bulloch A.G.M. Lymnaea Epidermal Growth Factor Promotes Axonal Regeneration in CNS Organ Culture // J. of Neurosc., Dec.

1, 21 (23): 9345-9354. 2001.

THE IN VITRO CULTURE OF THE DIFFERENTIATED NEURONS FROM ADULT MOLLUSCS IS THE MODEL FOR STUDY OF REGENERATIVE PROCESSES OF NERVOUS SYSTEM IN CRYOMEDICINE N.A. Ivlicheva12, E.N. Gakhova1

1 Institute of Cell Biophysics, RAS, Pushchino, Moscow region

2 Pushchino State University, Pushchino, Moscow region

Key words: in vitro culture of cells, mollusc's neurons, cryopreservation, regeneration of neurons.

The in vitro culture of differentiated neurons is considered as a model for study of regenerative processes of nervous system in cryomedicine. It has been shortly described a history of development of the method of the in virto cellular culture and the possibility to its practical application in neurobiology. It has been given the description of the model object, - a brain of fresh-water mollusc Lymnaea stagnalis L., - for study of regenerative processes of neural cells after cryopreservation of isolated brain (freezing at -196 ° С).

Currently the method for in vitro cultivation of the invertebrate's neurons is promise for biomedicine problems.

Ключевые слова: культура клітін in vitro / нейрони молюска / криоконсервация / регенерація нервової системи / mollusc "s neurons / in vitro culture of cells / cryopreservation / regeneration of neurons

Завантажити оригінал статті:

Завантажити